Исследование молекулярного механизма усиления АТФазной активности бактериальной АТФ-синтазы детергентом LDAO

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Протонная FOF1-АТФ-синтаза катализирует реакцию образования АТФ из АДФ и неорганического фосфата, сопряжённую с трансмембранным транспортом ионов водорода за счёт энергии протон-движущей силы (pmf). При падении pmf направление реакции обращается, и АТФ-синтаза начинает создавать pmf, перенося протоны через мембрану за счёт гидролиза АТФ. В этом случае АТФазная активность FOF1-комплекса может подавляться за счёт неконкурентного ингибирования АДФ, а у ряда бактерий также за счёт конформационных изменений регуляторной субъединицы ε. Известно, что детергент лаурилдиметиламиноксид (LDAO) ослабляет оба этих ингибиторных механизма, и в его присутствии АТФазная активность фермента значительно увеличивается. По этой причине LDAO используется для полуколичественной оценки выраженности этих регуляторных механизмов у АТФ-синтаз из разных организмов. Однако на сегодняшний день место связывания LDAO с АТФ-синтазой неизвестно. Также не установлено, как именно связывание LDAO ослабляет АДФ-ингибирование и ингибирование субъединицей ε. Мы провели молекулярный докинг, результаты которого указывают на возможность связывания LDAO в каталитических центрах АТФ-синтазы, как не занятых нуклеотидами, так и содержащих нуклеотиды. Молекулярно-динамические симуляции показали, что присутствие LDAO может влиять на подвижность участка субъединицы β (остатки 404–415 в ферменте Escherichia coli), расположенного вблизи каталитического центра. Эксперименты на ферментах E. coli и Bacillus subtilis с мутацией в этом участке показали, что аминокислота в положении β409 E. coli и соответствующем ему положении β419 B. subtilis действительно оказывает некоторое влияние на степень активации фермента LDAO. Кроме того, было обнаружено, что в присутствии 100 мМ сульфата LDAO активирует фермент B. subtilis значительно сильнее, чем в среде без сульфата. Вероятной причиной этого является усиление АДФ-ингибирования фермента в присутствии сульфата.

Об авторах

С. М. Бруман

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

факультет биоинженерии и биоинформатики

Россия, 119234 Москва

В. М. Зубарева

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского

Россия, 119234 Москва; 119992 Москва

Т. Е. Шугаева

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

факультет биоинженерии и биоинформатики

Россия, 119234 Москва

А. С. Лапашина

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: feniouk@belozersky.msu.ru

факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского

Россия, 119234 Москва; 119992 Москва

Б. А. Фенюк

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: feniouk@belozersky.msu.ru

факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского

Россия, 119234 Москва; 119992 Москва

Список литературы

  1. Zubareva, V. M., Lapashina, A. S., Shugaeva, T. E., Litvin, A. V., and Feniouk, B. A. (2020) Rotary ion-translocating ATPases/ATP synthases: diversity, similarities, and differences, Biochemistry (Moscow), 85, 1613-1630, doi: 10.1134/S0006297920120135.
  2. Stewart, A. G., Laming, E. M., Sobti, M., and Stock, D. (2014) Rotary ATPases – dynamic molecular machines, Curr. Opin. Struct. Biol., 25, 40-48, doi: 10.1016/j.sbi.2013.11.013.
  3. Watanabe, R. (2013) Rotary catalysis of FOF1-ATP synthase, Biophysics, 9, 51-56, doi: 10.2142/biophysics.9.51.
  4. Junge, W., and Nelson, N. (2015) ATP synthase, Annu. Rev. Biochem., 84, 631-657, doi: 10.1146/annurev-biochem-060614-034124.
  5. Walker, J. E. (2013) The ATP synthase: the understood, the uncertain and the unknown, Biochem. Soc. Transact., 41, 1-16, doi: 10.1042/BST20110773.
  6. Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2008) Regulatory mechanisms of proton-translocating FOF1-ATP synthase, Results Problem Cell Differ., 45, 279-308, doi: 10.1007/400_2007_043.
  7. Lapashina, A. S., and Feniouk, B. A. (2018) ADP-inhibition of H+-FOF1-ATP synthase, Biochemistry (Moscow), 83, 1141-60, doi: 10.1134/S0006297918100012.
  8. Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2006) The role of subunit epsilon in the catalysis and regulation of FOF1-ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 326-338, doi: 10.1016/j.bbabio.2006.03.022.
  9. Gledhill, J. R., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2007) How the regulatory protein, IF1, inhibits F1-ATPase from bovine mitochondria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 15671-15676, doi: 10.1073/pnas.0707326104.
  10. 10 Lötscher, H. R., deJong, C., and Capaldi, R. A. (1984) Interconversion of high and low adenosinetriphosphatase activity forms of Escherichia coli F1 by the detergent lauryldimethylamine oxide, Biochemistry, 23, 4140-4143, doi: 10.1021/bi00313a020.
  11. Dunn, S. D., Tozer, R. G., and Zadorozny, V. D. (1990) Activation of Escherichia coli F1-ATPase by lauryldimethylamine oxide and ethylene glycol: relationship of ATPase activity to the interaction of the epsilon and beta subunits, Biochemistry, 29, 4335-4340, doi: 10.1021/bi00470a011.
  12. Peskova, Y. B., and Nakamoto, R. K. (2000) Catalytic control and coupling efficiency of the Escherichia coli FoF1 ATP synthase: influence of the Fo sector and epsilon subunit on the catalytic transition state, Biochemistry, 39, 11830-11836, doi: 10.1021/bi0013694.
  13. Paik, S. R., Yokoyama, K., Yoshida, M., Ohta, T., Kagawa, Y., and Allison, W. S. (1993) The TF1-ATPase and ATPase activities of assembled α3β3, α3β3δ, and α3β3ε complexes are stimulated by low and inhibited by high concentrations of rhodamine 6G whereas the dye only inhibits the α3β3, and α3β3δ complexes, J. Bioenerg. Biomembr., 25, 679-684, doi: 10.1007/BF00770254.
  14. Paik, S. R., Jault, J.-M., and Allison, W. S. (1994) Inhibition and inactivation of the F1 adenosinetriphosphatase from Bacillus PS3 by dequalinum and activation of the enzyme by lauryl dimethylamine oxide, Biochemistry, 33, 126-133, doi: 10.1021/bi00167a016.
  15. Jault, J. M., Matsui, T., Jault, F. M., Kaibara, C., Muneyuki, E., et al. (1995) The alpha3beta3 gamma complex of the F1-ATPase from thermophilic Bacillus PS3 containing the alpha D261N substitution fails to dissociate inhibitory MgADP from a catalytic site when ATP binds to noncatalytic sites, Biochemistry, 34, 16412-16418, doi: 10.1021/bi00050a023.
  16. Montero-Lomeli, M., and Dreyfus, G. (1987) Activation of Mg-ATP hydrolysis in isolated Rhodospirillum rubrum H+-ATPase, Arch. Biochem. Biophys., 257, 345-351, doi: 10.1016/0003-9861(87)90575-3.
  17. Jault, J.-M., Dou, C., Grodsky, N. B., Matsui, T., Yoshida, M., and Allison, W. S. (1996) The α3β3 subcomplex of the F1-ATPase from the Thermophilic bacillus PS3 with the βT165S substitution does not entrap inhibitory MgADP in a catalytic site during turnover, J. Biol. Chem., 271, 28818-28824, doi: 10.1074/jbc.271.46.28818.
  18. Hirono-Hara, Y., Noji, H., Nishiura, M., Muneyuki, E., Hara, K. Y., Yasuda, R., et al. (2001) Pause and rotation of F1-ATPase during catalysis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 13649-13654, doi: 10.1073/pnas.241365698.
  19. Lapashina, A. S., Kashko, N. D., Zubareva, V. M., Galkina, K. V., Markova, O. V., Knorre, D. A., Feniouk, B. A. (2022) Attenuated ADP-inhibition of FOF1 ATPase mitigates manifestations of mitochondrial dysfunction in yeast, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1863, 148544, doi: 10.1016/j.bbabio.2022.148544.
  20. Trott, O., and Olson, A. J. (2010) AutoDock Vina: improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading, J. Computat. Chem., 31, 455-461, doi: 10.1002/jcc.21334.
  21. Guo, H., Suzuki, T., and Rubinstein, J. L. (2019) Structure of a bacterial ATP synthase, eLife, 8, e43128, doi: 10.7554/eLife.43128.
  22. Ferguson, S. A., Cook, G. M., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2016) Regulation of the thermoalkaliphilic F1-ATPase from Caldalkalibacillus thermarum, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 10860-10865, doi: 10.1073/pnas.1612035113.
  23. Hahn, A., Vonck, J., Mills, D. J., Meier, T., and Kühlbrandt, W. (2018) Structure, mechanism, and regulation of the chloroplast ATP synthase, Science, 360, eaat4318, doi: 10.1126/science.aat4318.
  24. Gibbons, C., Montgomery, M. G., Leslie, A. G., and Walker, J. E. (2000) The structure of the central stalk in bovine F1-ATPase at 2.4 A resolution, Nat. Struct. Biol., 7, 1055-1061, doi: 10.1038/80981.
  25. Korb, O., Stützle, T., and Exner, T. E. (2009) Empirical scoring functions for advanced protein-ligand docking with plants, J. Chem. Inform. Model., 49, 84-96, doi: 10.1021/ci800298z.
  26. Doerr, S., Harvey, M. J., Noé, F., and De Fabritiis, G. (2016) HTMD: high-throughput molecular dynamics for molecular discovery, J. Chem. Theory Computat., 12, 1845-1852, doi: 10.1021/acs.jctc.6b00049.
  27. Tian, C., Kasavajhala, K., Belfon, K. A. A., Raguette, L., Huang, H., Migues, A. N., et al. (2020) ff19SB: amino-acid-specific protein backbone parameters trained against quantum mechanics energy surfaces in solution, J. Chem. Theory Computat., 16, 528-552, doi: 10.1021/acs.jctc.9b00591.
  28. Andrio, P., Hospital, A., Conejero, J., Jordá, L., Del Pino, M., Codo, L., et al. (2019) BioExcel Building Blocks, a software library for interoperable biomolecular simulation workflows, Sci. Data, 6, 169, doi: 10.1038/s41597-019-0177-4.
  29. Sousa da Silva, A. W., and Vranken, W. F. (2012) ACPYPE – AnteChamber PYthon Parser interface, BMC Res. Notes, 5, 367, doi: 10.1186/1756-0500-5-367.
  30. Scherer, M. K., Trendelkamp-Schroer, B., Paul, F., Pérez-Hernández, G., Hoffmann, M., Plattner, N., et al. (2015) PyEMMA 2: a software package for estimation, validation, and analysis of Markov models, J. Chem. Theory Computat., 11, 5525-5542, doi: 10.1021/acs.jctc.5b00743.
  31. Schrödinger, L., and DeLano, W. (2020) PyMOL, URL: http://www.pymol.org/pymol.
  32. Lapashina, A. S., Prikhodko, A. S., Shugaeva, T. E., and Feniouk, B. A. (2019) Residue 249 in subunit beta regulates ADP inhibition and its phosphate modulation in Escherichia coli ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1860, 181-188, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.12.003.
  33. Ishmukhametov, R. R., Galkin, M. A., and Vik, S. B. (2005) Ultrafast purification and reconstitution of His-tagged cysteine-less Escherichia coli F1Fo ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1706, 110-116, doi: 10.1016/j.bbabio.2004.09.012.
  34. Suzuki, T., Ozaki, Y., Sone, N., Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2007) The product of uncI gene in F1Fo-ATP synthase operon plays a chaperone-like role to assist c-ring assembly, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 20776-20781, doi: 10.1073/pnas.0708075105.
  35. Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2007) Regulatory interplay between proton motive force, ADP, phosphate, and subunit epsilon in bacterial ATP synthase, J. Biol. Chem., 282, 764-772, doi: 10.1074/jbc.M606321200.
  36. Doerr, S., and De Fabritiis, G. (2014) On-the-fly learning and sampling of ligand binding by high-throughput molecular simulations, J. Chem. Theory Computat., 10, 2064-2069, doi: 10.1021/ct400919u.
  37. Hruska, E., Abella, J. R., Nüske, F., Kavraki, L. E., and Clementi, C. (2018) Quantitative comparison of adaptive sampling methods for protein dynamics, J. Chem. Phys., 149, 244119, doi: 10.1063/1.5053582.
  38. Prinz, J.-H., Wu, H., Sarich, M., Keller, B., Senne, M., Held, M., et al. (2011) Markov models of molecular kinetics: generation and validation, J. Chem. Phys., 134, 174105, doi: 10.1063/1.3565032.
  39. Mizumoto, J., Kikuchi, Y., Nakanishi, Y.-H., Mouri, N., Cai, A., Ohta, T., et al. (2013) ε subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase relieves MgADP inhibition, PLoS One, 8, e73888, doi: 10.1371/journal.pone.0073888.
  40. Sternweis, P. C., and Smith, J. B. (1980) Characterization of the inhibitory (ε) subunit of the proton-translocating adenosine triphosphatase from Escherichia coli, Biochemistry, 19, 526-531, doi: 10.1021/bi00544a021.
  41. Fischer, S., Graber, P., and Turina, P. (2000) The activity of the ATP synthase from Escherichia coli is regulated by the transmembrane proton motive force, J. Biol. Chem., 275, 30157-30162, doi: 10.1074/jbc.M004135200.
  42. Vasilyeva, E. A., Minkov, I. B., Fitin, A. F., and Vinogradov, A. D. (1982) Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. Inhibition by azide and activation by sulphite, Biochem. J., 202, 15-23, doi: 10.1042/bj2020015.
  43. Larson, E. M., Umbach, A., and Jagendorf, A. T. (1989) Sulfite-stimulated release of [3H]ADP bound to chloroplast thylakoid ATPase, Biochim. Biophys. Acta, 973, 78-85, doi: 10.1016/S0005-2728(89)80405-0.
  44. Jarman, O. D., Biner, O., and Hirst, J. (2021) Regulation of ATP hydrolysis by the ε subunit, ζ subunit and Mg-ADP in the ATP synthase of Paracoccus denitrificans, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1862, 148355, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148355.
  45. Dunn, S. D., Zadorozny, V. D., Tozer, R. G., and Orr, L. E. (1987) Epsilon subunit of Escherichia coli F1-ATPase: effects on affinity for aurovertin and inhibition of product release in unisite ATP hydrolysis, Biochemistry, 26, 4488-4493, doi: 10.1021/bi00388a047.
  46. Shah, N. B., Hutcheon, M. L., Haarer, B. K., and Duncan, T. M. (2013) F1-ATPase of Escherichia coli: the epsilon-inhibited state forms after ATP hydrolysis, is distinct from the ADP-inhibited state, and responds dynamically to catalytic site ligands, J. Biol. Chem., 288, 9383-9395, doi: 10.1074/jbc.M113.451583.
  47. Milgrom, Y. M., and Duncan, T. M. (2020) F-ATP-ase of Escherichia coli membranes: The ubiquitous MgADP-inhibited state and the inhibited state induced by the ε-subunit’s C-terminal domain are mutually exclusive, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1861, 148189, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148189.
  48. Kato-Yamada, Y. (2005) Isolated epsilon subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase binds ATP, FEBS Lett., 579, 6875-6878, doi: 10.1016/j.febslet.2005.11.036.
  49. Ishikawa, T., and Kato-Yamada, Y. (2014) Severe MgADP inhibition of Bacillus subtilis F1-ATPase is not due to the absence of nucleotide binding to the noncatalytic nucleotide binding sites, PLoS One, 9, 1-5, doi: 10.1371/journal.pone.0107197.
  50. Akanuma, G., Tagana, T., Sawada, M., Suzuki, S., Shimada, T., Tanaka, K., et al. (2019) C-terminal regulatory domain of the ε subunit of FoF1 ATP synthase enhances the ATP-dependent H+ pumping that is involved in the maintenance of cellular membrane potential in Bacillus subtilis, MicrobiologyOpen, 8, e00815, doi: 10.1002/mbo3.815.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение
Скачать (1MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025